Padrão e repetibilidade de ascarídeo

Parasitas e Vetores volume 16, Número do artigo: 175 (2023) Citar este artigo

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Detalhes das métricas

Um ensaio imunoenzimático de coproantígeno (ELISA) foi recentemente proposto para detectar infecções por ascarídeos em galinhas. O padrão de excreção de antígenos de ascarídeos através das fezes de galinha e a consistência das medições ao longo do curso das infecções são atualmente desconhecidos. Este estudo avalia o padrão e a repetibilidade do antígeno do verme por grama de fezes (APG) e compara o desempenho diagnóstico do ELISA de coproantígeno com um ELISA de anticorpo de plasma e gema de ovo e contagem de ovos fecais de McMaster (M-FEC) em diferentes semanas pós-infecção (wpi).

Amostras de fezes, sangue e gema de ovo foram coletadas de galinhas poedeiras infectadas oralmente com uma mistura de ovos de Ascaridia galli e Heterakis gallinarum (N = 108) ou mantidas como controles não infectados (N = 71). Medições incluindo (a) APG usando um ELISA de coproantígeno, (b) ovos por grama de fezes (EPG) usando a técnica de McMaster e (c) IgY específica para ascarídeos no plasma e em gemas de ovo usando um ELISA de anticorpo específico para ascarídeos) foram realizadas entre wpi 2 e 18.

Foram quantificadas diferenças significativas dependentes do tempo na APG entre galinhas poedeiras infectadas e não infectadas. No wpi 2 (t(164) = 0,66, P = 1,00) e 4 (t(164) = −3,09, P = 0,094) não foram observadas diferenças significativas entre os grupos, enquanto as galinhas infectadas apresentaram níveis significativamente mais elevados de APG do que os controles por wpi 6 (t(164) = −6,74, P < 0,001). Conforme indicado por uma alta estimativa geral de repetibilidade de 0,91 (IC = 0,89–0,93), o APG pode ser medido consistentemente no mesmo indivíduo. Comparado ao McMaster e ao ELISA de anticorpos, o ELISA de coproantígeno mostrou o maior desempenho diagnóstico geral (área sob a curva, AUC = 0,93), embora as diferenças fossem dependentes do tempo. Do wpi 6 ao 18, o ELISA de coproantígeno teve uma AUC> 0,95, enquanto o ELISA IgY plasmático apresentou o maior desempenho diagnóstico no wpi 2 (AUC = 0,95). M-FEC teve a maior correlação com a carga total de vermes, enquanto APG teve as maiores correlações com pesos e comprimentos de A. galli.

A excreção do antígeno Ascarid através das fezes de galinha pode ser medida com alta precisão e repetibilidade usando um ELISA de coproantígeno. A excreção de antígeno aumenta com o tempo e está associada à maturação do verme, principalmente ao tamanho do A. galli. Nossos resultados sugerem a necessidade do uso complementar de diferentes ferramentas diagnósticas para um diagnóstico mais preciso das infecções.

A promoção de práticas que melhorem o bem-estar das galinhas poedeiras está a aumentar a utilização de sistemas de alojamento sem gaiolas. Quando o acesso ao ar livre é fornecido, as galinhas poedeiras podem expressar melhor seu comportamento natural e ter menos medo e estresse em um sistema caipira [1]. Como consequência da manutenção de galinhas em sistemas de alojamento sem gaiolas, os nematóides gastrointestinais - em particular Ascaridia galli e Heterakis gallinarum com rotas de transmissão oral-fecal - tornaram-se generalizados e estão associados a perdas de produção mesmo com sinais clínicos mínimos ou ausentes [2, 3,4,5,6,7]. Nesses sistemas, as galinhas poedeiras estão em contato mais próximo com os excrementos, permitindo a transmissão oral-fecal da infecção por helmintos [3]. A contenção da propagação das infecções e a redução do seu impacto na produtividade das galinhas dependem em grande parte de um diagnóstico precoce e preciso.

Existem vários critérios importantes a serem considerados ao escolher um método de diagnóstico de infecção por helmintos em rebanhos. A primeira é identificar e diferenciar corretamente todos os animais infectados e não infectados (isto é, diagnóstico qualitativo). A detecção precoce da infecção por helmintos pode prevenir a propagação da infecção dentro e entre bandos. Também poderia ser crucial para empregar um tratamento direcionado ao rebanho, que poderia ser custo-efetivo e poderia mitigar o desenvolvimento de resistência aos medicamentos entre os parasitas [8]. O segundo critério é que a ferramenta de diagnóstico seja capaz de avaliar a intensidade da infecção (isto é, diagnóstico quantitativo), estabelecendo uma correlação significativa entre o resultado da sua medição e a carga vermífuga real do animal hospedeiro. Estimar a intensidade da infecção é importante para aves e outros animais porque os efeitos da infecção por helmintos na produtividade, saúde e bem-estar dos animais são provavelmente maiores com maior carga de vermes (por exemplo, [9]). Um diagnóstico quantitativo também é essencial ao testar a eficácia dos anti-helmínticos, que atualmente depende da redução da contagem de ovos fecais (FEC) ou da contagem de vermes por meio de necropsia [10].

43.5 mm) from immature females (< 43.5 mm) [25]. Worm length was measured for both A. galli and H. gallinarum using a ruler with measurement precision of 1 mm. Length measurement was based on the worm classification (i.e., larvae, mature immature, males). Only intact worms for each classification (maximum of 10 per bird) were randomly selected and measured. The average of the selected worms was multiplied by the total number of worms in each classification [25]. The weight (mg) of A. galli was estimated from the length (mm) of female and male A. galli using the Le cren weight–length relationship model [28]. The average weight of A. galli was also calculated with respect to the total A. galli burden in each hen. To establish the Le cren weight–length relationship, we used a data set from a previous experiment (Additional file 1: Fig. S1), where both the weight and length of A. galli were precisely measured. For the measurement of A. galli weight, a precision (0.1 mg readability) analytical balance (Mettler Toledo GmbH, Gießen, Germany) was used. The precision of length measurements was the same as in the present study (i.e., 1 mm)./p> 0.90) [33]./p> 0.05) in their antigen concentration across different wpi throughout the experiment (Fig. 2), whereas there was a statistically significant increase (P < 0.05) in the APG values of infected laying hens across the wpi. APG in the infected laying hens was significantly different (t(164), = −4.62, P < 0.001) in the early stages of infection (between wpi 2 and 4), while at later phases (e.g., between wpi 6–18, [t(164), = −3.09, P = 0.094]) there was no significant difference in the APG of infected laying hens./p>

0.90) was confirmed for this method within all wpi. Its diagnostic test accuracy was highest at wpi 18 (AUC = 1.00). Similarly, the specificity and sensitivity of the assay increased over time; by wpi 4, the assay yielded 100% specificity but with low sensitivity of 39%. To fully compare the accuracy of the coproantigen ELISA method (i.e., APG) with faecal egg counts (i.e., EPG) and plasma and egg yolk IgY ELISA, the available data for EPG and IgY assay were used. The overall AUC for FEC was 0.91, while plasma and egg yolk IgY assay yielded overall accuracy of AUC = 0.83 and 0.88, respectively (Fig. 5a). The DeLong test showed no significant difference between coproantigen ELISA and FEC (Z = 0.674, P = 0.501) and egg yolk IgY ELISA (Z = 1.645, P = 0.100), whereas the overall accuracy of plasma IgY assay was significantly (Z = 2.336, P = 0.019) lower. Both FEC and coproantigen ELISA had 100% specificity, while specificity was lower for the plasma IgY assay (72.9%) and egg yolk IgY assay (80%). FEC demonstrated the highest sensitivity, at 82.2%, followed by egg yolk IgY with sensitivity of 80%, while both coproantigen and plasma IgY ELISA had sensitivity of 76.7%./p>

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