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Feb 23, 2024

O sistema eINTACT disseca a exploração bacteriana da osmosinalização de plantas para aumentar a virulência

Nature Plants volume 9, páginas 128–141 (2023)Cite este artigo

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As bactérias injetam proteínas efetoras nas células hospedeiras para manipular processos celulares que promovem doenças. Como as bactérias fornecem quantidades minúsculas de efetores apenas nas células hospedeiras alvo, é tecnicamente desafiador capturar alterações celulares dependentes de efetores de tecidos hospedeiros infectados em massa. Aqui, relatamos uma nova técnica chamada isolamento induzível por efetores de núcleos marcados em tipos de células específicos (eINTACT), que facilita a purificação baseada em afinidade de núcleos de células vegetais de Arabidopsis que receberam efetores bacterianos de Xanthomonas. A análise de núcleos purificados revela que o efetor XopD de Xanthomonas manipula a expressão de genes relacionados à sinalização do ácido abscísico de Arabidopsis e ativa OSCA1.1, um gene que codifica um canal permeável ao cálcio necessário para o fechamento estomático em resposta ao estresse osmótico. A perda de OSCA1.1 causa murchamento das folhas e redução do crescimento bacteriano nas folhas infectadas, sugerindo que OSCA1.1 promove a suscetibilidade do hospedeiro. O eINTACT nos permite descobrir que o XopD explora o fechamento estomático mediado pela osmosinalização do hospedeiro OSCA1.1/ácido abscísico para criar um habitat úmido que favorece o crescimento bacteriano e abre um novo caminho para elucidar com precisão as funções dos efetores de numerosas bactérias vegetais gram-negativas em plantas nativas. contextos de infecção.

Os patógenos bacterianos entram nas plantas hospedeiras através de aberturas naturais (por exemplo, estômatos ou hidátodos) ou feridas e subsequentemente se multiplicam no espaço apoplástico entre as células ou nos vasos1,2. Para facilitar a infecção, bactérias gram-negativas virulentas injetam efetores nas células hospedeiras usando um complexo multiproteico semelhante a uma seringa, o sistema de secreção tipo III (T3SS)3. Dentro das células hospedeiras, os efetores localizam-se em compartimentos subcelulares específicos e manipulam os processos celulares do hospedeiro para suprimir a imunidade do hospedeiro e/ou para criar um ambiente que favoreça o crescimento ou dispersão bacteriana4,5. Estudos recentes sobre patógenos bacterianos sugerem que o estabelecimento de um espaço apoplástico aquoso nas plantas é crítico para a virulência bacteriana6. De fato, foram identificados alguns efetores que promovem doenças, causando aumento dos níveis de água nos tecidos infectados, como Pseudomonas syringae HopM16, Xanthomonas gardneri AvrHah17 e Xanthomonas translucens Tal88. Devido à diversidade de efetores em gêneros bacterianos filogeneticamente distintos, os mecanismos moleculares subjacentes à suscetibilidade das plantas mediada por efetores permanecem em grande parte enigmáticos.

Xanthomonas campestris pv. campestris cepa 8004 (Xcc8004) é um patógeno vascular foliar que causa podridão negra em muitas culturas de Brassica e na planta modelo Arabidopsis2. Uma de suas proteínas efetoras, a proteína externa D de Xanthomonas (XopDXcc8004, neste estudo, XopD), é uma proteína efetora tipo III localizada no núcleo contendo três repressão anfifílica associada ao fator de ligação ao elemento responsivo ao etileno específico da planta N-terminal (EAR) motivos que geralmente medeiam o silenciamento transcricional in planta e um domínio de cisteína protease C-terminal9 (Extended Data Fig. 1). Curiosamente, dois estudos anteriores relataram atividades distintas de XopD em Arabidopsis10,11. Um estudo mostrou que o XopD promove doenças ao suprimir a necrose foliar precoce, mas não afeta o crescimento bacteriano nas folhas infectadas de Arabidopsis10. Através do seu domínio contendo o motivo EAR, o XopD interage e estabiliza as proteínas DELLA de Arabidopsis que são os principais repressores transcricionais dos genes responsivos ao ácido giberélico (GA). No entanto, a interação XopD – DELLA não causa alterações detectáveis ​​nos níveis de transcritos responsivos ao GA . Controversamente, outro estudo inferiu um efeito de avirulência de XopD, já que a expressão transgênica de XopD sob controle de um promotor induzível por β-estradiol em Arabidopsis desencadeou respostas de defesa dependentes de ácido salicílico (SA) e suprimiu o crescimento bacteriano . Além disso, tendo pequena atividade de protease modificadora semelhante à ubiquitina (SUMO), descobriu-se que o XopD, in vitro, interage e desSUMOila Arabidopsis HFR1, um fator de transcrição (TF) envolvido na sinalização do fitocromo . Tomados em conjunto, ambos os estudos anteriores sugerem que o XopD poderia modular a atividade dos TFs das plantas e das vias de sinalização dos fitohormônios hospedeiros. No entanto, os mecanismos moleculares subjacentes às funções in planta precisas do XopD permanecem inconclusivos.

 2) enriched biological GO terms. The DEGs that were not annotated by these GO terms were not shown. c, WashU Epigenome Browser snapshots showing mCG and mCHH methylation levels at SUVH9 and OSCA1.1 loci. Positive and negative bars indicate 5-methylcytosine levels of single cytosine on the Watson (+1) and Crick (−1) strands, respectively. The transposable elements (TEs) are shown as grey boxes. The transcription start site (TSS) is indicated with a brown triangle. d,e, The expression levels (mean read counts) of OSCA1.1 (d) and PR1, PR2, PR5, EDS1 and PAD4 (e) in nuc−XopD and nuc+XopD. Data are presented as mean values ± s.e.m. (error bars) from n = 3 independent biological replicates. DESeq2 P values are from Wald test corrected for multiple testing using the Benjamini–Hochberg method (nuc−XopD versus nuc+XopD; OSCA1.1, P = 0.033; PR1, P = 0.819; PR2, P = 0.947; PR5, P = 0.794; EDS1, P = 0.833; PAD4, P = 0.981). *P < 0.05; NS, not significant (P > 0.05). f, Relative expression of XopD, PR1, PR2, OSCA1.1 and HYL1 after XopD was induced by β-estradiol in Arabidopsis seedlings, relative to their expression in DMSO-treated seedlings. The expression of TUB2 is used as a control. Data are presented as mean values ± s.e.d. (error bars) from n = 2 independent biological replicates. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (DMSO-treated seedlings versus β-estradiol-treated seedlings; XopD, P = 0.04; PR1, P = 0.04; PR2, P = 0.03; OSCA1.1, P = 0.42; HYL1, P = 0.15). *P < 0.05; NS, not significant (P > 0.05). Small circles indicate data points of individual biological replicates (d–f)./p> 0.05). b, RT-qPCR analysis of RD29A expression in nuc+XopD relative to its expression in nuc−XopD. The expression of TUB2 is used as a control. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 3 independent biological replicates. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (P = 0.043). *P < 0.05. c, Relative abundances of miR159a in nuc−XopD and nuc+XopD compared to its abundance in total nuclei of mock-inoculated leaves. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 3 independent biological replicates and normalized against the abundances of ACTIN2/8 in each sample. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (nuc−XopD versus nuc+XopD, P = 0.019). *P < 0.05. d, Representative leaves infected with indicated bacterial strains under regular (60%) or high (95%) humidity conditions at seven DPI. Mock, treatment with buffer; ABA, treatment with ABA. e, The water loss rate of detached Xcc* (+XopD) and Xcc∆xopD* (−XopD) infected leaves at seven DPI. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 8 leaves from four different plants. f, A boxplot representing bacterial population density in symptomatic leaf tissues inoculated with Xcc* (+XopD) and Xcc∆xopD* (−XopD) at seven DPI. Horizontal lines from the top show maxima, upper quartile, median, lower quartile and minima values, and cross marks show the mean values. For each treatment, n = 8 leaves from four different plants were examined. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (no treatment: Xcc∆xopD* inoculated leaves versus Xcc* inoculated leaves, P = 0.046; Xcc∆xopD* inoculated leaves: mock treatment versus ABA treatment, P = 0.014). *P < 0.05. Small circles (a–c,f) represent data points of individual biological replicates./p>six-fold) lower in nuc+XopD (Fig. 4c), which coincided with a significant increase in MYB33 expression in these nuclei (Fig. 4a)./p> 5, false discovery rate (FDR) adjusted P value < 0.05, |log2FC| > 1)47./p>96% methylated pUC19 DNA spiked in) was sheared to 100–500-bp fragments using a focused ultrasonicator (Covaris E220 system), in microtubes at a setting of 175 peak incident power, 10 dc, 200 cpb for 40 s. Enzymatic methyl-sequencing (EM-seq) libraries were prepared from sheared DNA using NEBNext Enzymatic Methyl-seq Kit following the manufacturer instructions (New England BioLabs). Due to the amount of starting DNA material being lower than 10 ng, the minimum recommended amount of starting material by the manufacturer, we added two PCR cycles at the final step of PCR amplification of the sequencing libraries. Libraries were sequenced on NovaSeq 6000 system (Novogene) for collecting 2× 150-bp paired-end reads that passed the Illumina quality control filter (Supplementary Table 8)./p>100 bp, mean methylation difference >0.15, test statistic areaStat >10. A locally installed WashU Epigenome Browser was used for visualizing DNA methylation at single-base resolution54./p>2) sample types were analysed by ANOVA followed by post hoc Tukey’s honestly significant difference. Experiments were performed at least twice with similar results./p>

 0.05)./p>

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